Hémocultures

CAS PARTICULIER DES HEMOCULTURES

Cet examen complémentaire relativement contraignant ne donnera un maximum d’informations que si sa réalisation est effectuée de façon rigoureuse. Des règles simples à appliquer, à savoir :
– la quantité de sang prélevé doit être suffisante : a minima 5 ml de sang pour les flacons classiques (utilisés chez l’adulte en médecine humaine) ; . ml pour les flacons utilisés en pédiatrie (pratiques pour les animaux de petite taille).
– le choix du moment et de la fréquence des prélèvements doit être correct : il est préférable de connaître le profil de la courbe d’hyperthermie (en pic, en plateau…).
– le choix des milieux de culture approprié (flacons spéciaux) : les tubes de prélèvement pour numération sont inutilisables pour une hémoculture.
– le contrôle des conditions d’incubation respecté : du ressort du laboratoire.

Causes d’échec liées aux manipulations : les recommandations

1) Au niveau du prélèvement
On retient deux causes d’erreur fréquentes :

a) Présence dans l’inoculum de bactéries sans rapport avec le processus infectieux, soit parce qu’elles sont introduites au moment du prélèvement (faute d’aseptie), soit qu’elles sont déjà présentes lors de bactériémie transitoire (post-prandiale).

On évite ces causes d’échec en :
– En prélevant le sang dans des conditions d’aseptie rigoureuse (préparation chirurgicale du site de ponction).
– En pratiquant la prise de sang à jeun.

b) Prélèvement effectué à un moment inopportun

Suivant l’origine du foyer infectieux la décharge microbienne peut être régulière ou irrégulière au cours du nycthémère :
– Elle est continue pour la plupart des endocardites et 2 ou 3 hémocultures effectuées sur 24 heures permettent le diagnostic bactériologique dans plus de 80 % des cas.
– Elle est intermittente pour les bactériémies d’origine extravasculaire, il serait idéal d’effectuer les prélèvements 1/2 à 1 heure avant les clochers thermiques ; cependant , parce qu’il est difficile de prévoir les poussées de fièvre, on recommande de réaliser 3 hémocultures séparées d’au minimum 1 heure sur une période de 24 heures.

On limite donc les risques d’erreurs ou d’échecs en :
– Pratiquant plusieurs prélèvements successifs.
– Repérant les clochers thermiques.

2) Au niveau de l’inoculum

Même dans le cas de septicémie sévère, la densité bactérienne est toujours faible dans le sang ( souvent< 10 microorganismes /ml).
Il en résulte que :
– L’examen direct est inutile.
– Il faut ensemencer un volume suffisant de sang.

3) Au niveau des milieux inoculés

L’examen direct ne donnant aucun renseignement sur la nature des germes présents, il est nécessaire d’utiliser des milieux convenant à la croissance d’un nombre très large de bactéries.
Le sérum ayant naturellement des propriétés antibactériennes, la mise en évidence de bactéries dans le sang circulant ne peut s’effectuer que par l’inoculation de milieux spéciaux ayant des propriétés anti-complément et antiphagocytaires.
D’autre part, il est important d’effectuer simultanément une hémoculture aérobie et anaérobie.

Les milieux d’hémoculture

1) Composition

Les milieux d’hémoculture sont, pour la plupart, constitués d’un milieu de croissance de base (trypcase-soja, cœur-cervelle, colombia) supplémenté avec un anticoagulant(SPS…) – évitant à la fois la formation d’amas de fibrine gênante pour la lecture et ayant des propriétés antiphagocytaires – et un additif – inhibiteurs d’antibiotiques.
La présence d’une quantité importante du milieu de culture permet, en outre une dilution suffisante des antibiotiques éventuellement présents dans le sang (traitement en cours) pour permettre la croissance bactérienne (simplement ralentie).

2) Conditionnement

La plupart des milieux pour hémocultures sont conditionnés sous forme liquide ou diphasique (liquide lame gélosée) en flacon ou en tube.
Il existe suivant les fabricants des flacons pour culture aérobie et pour culture anaérobie ou des flacons mixtes.
Il existe plusieurs dispositifs d’inoculation :
– Système VACUTAINER limitant au maximum les risques de contamination.
– Dispositif de Castaneda (2 aiguilles reliées entre elles par un perfuseur avec vide partiel).
– L’utilisation d’aiguilles et de seringues à prélèvement classiques présentant un fort risque de contamination.